La substitution de l’arginine 219 par la glycine compromet la stabilité, la dimérisation et l’activité catalytique chez un mutant G6PD

Le déficit en glucose-6-phosphate déshydrogénase (G6PD) est l’une des enzymopathies les plus courantes chez l’homme, présente chez environ un demi-milliard de personnes dans le monde, avec une prédominance en Afrique subsaharienne, dans la péninsule arabique et en Asie du Sud, où elle confère un avantage de survie à Plasmodium falciparum infections¹. Le G6PD a pour fonction de protéger les globules rouges des dommages oxydatifs en générant une forme réduite de nicotinamide adénine dinucléotide phosphate (NADPH) via la voie du pentose phosphate. En tant que seule source cellulaire de NADPH dans les globules rouges, la G6PD est donc cruciale pour maintenir un niveau approprié de glutathion, protégeant ainsi contre les dommages oxydatifs et prévenant l’anémie hémolytique.

Le déficit en G6PD est une maladie génétique liée à l’X. Le gène est situé sur Xq28, un point chaud bien connu dans la région télomérique du bras q du chromosome X. Bien que l’homozygotie soit rare chez les femmes, l’hétérozygotie est associée à un phénotype variable dû à l’inactivation de l’X. Les mâles n’ont qu’une seule copie du gène. À ce jour, plus de 230 mutations cliniquement pertinentes du G6PD ont été rapportées¹.

Une classification des variants, établie en 1971, utilisée jusqu’en 2022, divise les variants du G6PD en cinq classes, dont les trois premières sont pathogènes.^2,3. Les variantes de classe I sont celles observées dans l’anémie hémolytique non sphérocytaire chronique (CNSHA) en l’absence d’infections, de médicaments oxydants ou d’ingestion de fèves. Les variantes de classe II et III ont respectivement moins de 10 % et 10 à 60 % d’activité résiduelle. Une activité normale est observée dans les variantes de classe IV, tandis que les variantes de classe V présentent une activité accrue. L’Organisation mondiale de la santé a mis à jour cette classification en 2022, qui comprend désormais les quatre classes suivantes, avec l’activité et le phénotype indiqués entre parenthèses : A (<20 % d'activité ; CNSHA), B (<45 % d'activité ; anémie aiguë déclenchée), C (activité de 60 à 150 % ; pas d'hémolyse) et U (signification clinique incertaine, quelle que soit l'activité)⁴.

Nous décrivons ici un variant G6PD chez un homme de 15 ans connu pour un déficit en G6PD avec une activité indétectable, correspondant donc à un variant CNSHA de classe A (anciennement classe I). De plus, nous fournissons des preuves structurelles, biophysiques et biochimiques des bases moléculaires de son pouvoir pathogène.

Le patient était connu pour une anémie hémolytique chronique et présentait un épisode d’hémolyse à 14 ans dans le cadre d’une infection virale grippale A. Ses principaux symptômes comprenaient la fatigue, la perte de poids et l’appétit. Une hémolyse, une pancytopénie et un syndrome inflammatoire ont été observés lors de son bilan de laboratoire. Les taux de bilirubine totale et conjuguée étaient de 46,5 µmol/L et 18,3 µmol/L (N 0–10, 0–5,2) et se sont améliorés 2 semaines plus tard (bilirubine totale à 19 µmol/L). Six mois après la résolution de l’épisode viral, l’anémie macrocytaire persistait, avec une hémoglobine à 120 g/l (N 130-160), un volume corpusculaire moyen des érythrocytes à 103,7 fl (N 78-98) et des réticulocytes à 41,4 ‰ (N 5- 15). L’échographie abdominale était sans particularité. Il est intéressant de noter que l’activité initiale du G6PD mesurée dans un laboratoire externe a montré une activité de 15 à 20 % ; un dosage ultérieur au laboratoire national de référence (Zurich, Suisse) a montré une activité nulle. Le résultat de cette dernière mesure a ensuite été retenu, avec un diagnostic clinique de déficit de classe A en G6PD. Notre équipe de génétique médicale a alors été sollicitée pour un diagnostic moléculaire afin de confirmer la pathogénicité du variant, compte tenu des données d’activité discordantes des deux laboratoires.

La mère du patient était connue pour une réticulocytose et une macrocytose ; et sa grand-mère maternelle était connue pour la réticulocytose et l’anémie macrocytaire. Son oncle maternel était connu pour un déficit en G6PD, sur la base d’une mesure de l’activité enzymatique, sans aucun test génétique effectué. La mère et l’oncle avaient tous deux présenté un ictère néonatal, curieusement plus grave dans le cas de sa mère. Le reste de l’histoire familiale n’était pas contributif.

Le patient s’est avéré porteur, à l’état hémizygote, d’une variante faux-sens dans le G6PD gène (NM_000402) : c.745 A > G : p. (Arg249Gly) dans l’exon 7, correspondant à un changement d’acide aminé arginine en glycine en position 219 dans la transcription canonique (changement de base A655G). L’analyse de ségrégation a montré qu’il avait hérité de la variante de sa mère, ce qui correspond à un mode de transmission récessif lié à l’X. La variante a également été trouvée chez son oncle maternel et sa grand-mère maternelle. L’oncle était hémizygote, et la mère et la grand-mère hétérozygotes, comme prévu.

La variante était absente de la base de données d’agrégation du génome et des archives publiques qui rapportent des relations fondées sur des preuves entre les variations humaines et les phénotypes, à savoir la base de données sur les mutations génétiques humaines, la base de données ouverte sur les variations de Leiden et ClinVar, une base de données hébergée par le Centre national d’information sur la biotechnologie. Le changement d’acides aminés a été prédit comme pathogène par tous les algorithmes utilisés (SIFT, PolyPhen, MutationTaster et CADD).

La même variante, nommée G6PD Meyer, a été citée dans une revue récente sur le G6PD, mais n’a jamais été décrite dans une publication originale.³. Nous avons donc cherché à le caractériser de manière approfondie au niveau moléculaire dans la présente étude. Nous avons purifié les protéines exprimées par des bactéries et effectué une spectroscopie de dichroïsme circulaire pour explorer la préservation de la structure secondaire. Une caractérisation biochimique a été réalisée pour déterminer comment la mutation affecte l’activité catalytique de l’enzyme. Nous avons ensuite effectué des tests de stabilité thermique ainsi que des tests de sensibilité à la dénaturation chimique et à la digestion par la trypsine. Enfin, nous avons réalisé une chromatographie d’exclusion de taille pour étudier l’effet de la mutation sur l’état oligomère.